2022年第一期

锰介导大鼠原代神经元氧化应激及炎症损伤模型的建立

日期:2023-11-22

摘要

目的: 建立氯化锰(manganese chloride, MnCl2)介导的SD大鼠大脑皮层原代神经元氧化应激及炎症损伤模型,以进一步探讨锰中毒的细胞机制及其对阿尔茨海默病(Alzheimer's Disease, AD)等神经变性疾病发生发展中的影响。方法: 随机将用1~3 d龄SPF级新生SD大鼠大脑皮层培养的原代神经元分为阴性对照组(Control组)、阳性对照组(100 ng/ml LPS)及低、中、高浓度的MnCl2组(250、500、1 000 μΜ),分别采用Griess assay、Western blot法检测一氧化氮(nitric oxide, NO)的浓度及诱导型一氧化氮合酶(inducible nitric oxide synthase, iNOS)、环氧合酶2(cyclooxygenase-2, COX-2)蛋白表达水平;以SD大鼠大脑皮层原代混合胶质细胞作为对照,观察MnCl2对原代神经元分泌NO、iNOS、COX-2的影响。结果: 500、1 000 μΜ MnCl2组可导致SD大鼠大脑皮层原代神经元分泌的NO浓度明显高于Control组(P < 0.05);iNOS和COX-2蛋白表达水平随MnCl2浓度的增加而升高,但与Control组比较差异均无统计学意义(P均 > 0.05)。不同浓度的MnCl2对SD大鼠大脑皮层原代混合胶质细胞分泌的NO、iNOS、COX-2均无影响。结论: MnCl2可致使SD大鼠大脑皮层原代神经元分泌的NO浓度及iNOS、COX-2表达水平升高,从而上调NO、iNOS引起的氧化应激反应及COX-2导致的炎症损伤,由此可致神经变性疾病,即锰的暴露可能是AD等神经变性疾病的危险因素。

Abstract

Objective: In order to further understand the cellular mechanisms of the toxicity caused by manganese chloride (MnCl2) and its influence on the neurodegenerative diseases such as Alzheimer's Disease (AD), we established a neuronal model of oxidative stress and inflammatory response induced by MnCl2Methods: Primary neurons were successfully cultured using the cerebral cortex of Sprague Dawley (SD) rats at the age of 1~3 days old, SPF grade, In the experiments, the primary neurons were exposed to different concentrations of MnCl2. The cells in the dishes were randomly divided into 3 groups: negative group (Control group), positive group (100 ng/ml LPS), and MnCl2 groups with the low, medium, or high concentration (250, 500, 1 000 μM). The production of nitric oxide (NO) was measured by Griess Assay, and the protein expression of inducible nitric oxide synthase (iNOS) or cyclooxygenase-2 (COX-2) were tested by Western blot. The effects of MnClon NO, iNOS and COX-2 produced by primary neurons were observed. The parallel experiments of the primary mixed glia derived from the littermates of SD rats were done as well. Results: To compare to Control, NO was much higher in the MnCl2 groups at 500 or 1 000 μM (P < 0.05), while iNOS or COX-2 were upregulated in the increaseing of concentrations of MnCl2 at 24 h. However, there were no significant difference (P > 0.05) in the latter. Different concentrations of MnCl2 had no effect on the production of NO, iNOS or COX-2 by primary mixed glia. Conclusion: MnCl2 could induce the primary neurons to generate oxidative stress response including NO and iNOS upregulation and the inflammatory response such as COX-2 upregulation. Therefore the injury of manganese in the central nervous system could lead to the development of neurodegenerative diseases, that is, manganese exposure may be a risk factor to neurodegenerative diseases inculding AD.

关键词

氯化锰 / 原代神经元 / 一氧化氮 / 诱导型一氧化氮合酶 / 环氧合酶2

Key words

Manganese chloride / Primary neurons / Nitric oxide / Inducible nitric oxide synthase / Cyclooxygenase-2

引用本文

李青宴 董宝莲 胡建英 宋超 郭玲 张洪江锰介导大鼠原代神经元氧化应激及炎症损伤模型的建立. 阿尔茨海默病及相关病杂志. 2022, 5(1): 16-21 https://doi.org/10.3969/j.issn.2096-5516.2022.01.003
LI Qing-yan DONG Bao-lian HU Jian-ying SONG Chao GUO Ling ZHANG Hong-jiangEstablishment of manganese-induced oxidative stress and inflammatory response model of primary neurons in rats. Chinese Journal of Alzheimer's Disease and Related Disorders. 2022, 5(1): 16-21 https://doi.org/10.3969/j.issn.2096-5516.2022.01.003
 
锰是人和动物体内必需的微量元素。正常情况下,锰以最适宜的水平维持机体的生理功能[1]。近年来,由于锰的工业生产及其对环境的污染,锰的毒性越来越受到相关学者的关注[2]。锰的过度暴露,不但会引起炎症反应、氧化应激反应,且可诱导多巴胺耗竭、神经递质释放异常、自噬功能异常、线粒体损伤、神经元的损伤等,其可能是阿尔茨海默病(Alzheimer's Disease, AD)和帕金森氏病等神经变性疾病的危险因素[1,3-4]。锰主要聚集在星形胶质细胞和神经元细胞中,且在神经元中的毒性更强[5]。有研究利用原代神经元培养物作为模型研究锰诱导的大脑毒性[6]。本研究旨通过建立氯化锰(manganese chloride, MnCl2)介导的SD大鼠大脑皮层原代神经元的氧化应激及炎症损伤模型,进一步探讨锰中毒的细胞机制及其对AD等神经变性疾病发生发展的影响。

1 材料与方法

1.1 实验动物

SPF级雌、雄SD新生大鼠,1~3 d龄,购自昆明医科大学动物中心,生产许可证:SYXK(滇)K2015-0002。

1.2 主要试剂

氯化锰(100 g/瓶)、LPS(25 mg/支)、多聚-D-赖氨酸氢溴酸盐(5 mg/支)、抗β-Actin 抗体(200 μl/支)、BSA(50 g/支)均购自美国Sigma-Aldrich公司;神经细胞培养液(500 ml/瓶)、B27(10 ml/瓶)、谷氨酰胺(100 ml/瓶)均购自美国Gibco公司;青/链霉素(100 ml/瓶)、0.25 % Trypsin-EDTA胰酶(100 ml/瓶)、蛋白酶抑制剂(1 μl/支)均购自美国Millipore公司;MAP2抗体(100 μg/支)购自美国Hyclone公司;DMEM/F-12培养基(500 ml/瓶)购自美国Hyclone公司;α-MEM培养基(500 ml/瓶)购自以色列BI公司;FBS(500 ml/瓶)购自美国Gemini公司;快速免染丙烯酰胺制胶试剂盒,10%(400 ml/套)购自美国Bio-Rad公司;抗COX-2抗体(500 μl/支)和N2(5 ml/瓶)购自美国Thermofisher公司;抗iNOS抗体(150 μl/支)购自美国BD公司;山羊抗兔IgG抗体(1 ml/支)购自美国Gene Tex公司;HRP标记的山羊抗小鼠(1 ml/支)、山羊抗兔(1 ml/支)、RIPA裂解液(100 ml/瓶)、PMSF(10 ml/支)、一氧化氮检测试剂盒(500次/盒)均购自中国碧云天公司;PBS(500 ml/瓶)购自中国Solarbio公司等。所有试剂均按照说明书配制相关工作液。

1.3 方法

1.3.1 原代神经元的培养

采用本课题组前期建立的方法[7]。取1~3 d龄SD大鼠大脑皮层,剔除脑膜及血管,加入0.25 % Trypsin-EDTA胰酶消化10 min;过滤,用加15 % FBS和1 %青/链霉素的DMEM/F-12培养基重悬细胞,以2×105 cells/ml细胞密度接种至经多聚赖氨酸包被的24孔板中,置37℃、5 % CO2培养箱中孵育4 h;细胞贴壁后,更换为加2 % B27和1 %谷氨酰胺的神经细胞培养液,每3 d换1次液,约至8 d时即可进行实验。

1.3.2 原代混合胶质细胞的培养

采用本课题组前期研究中的方法[8]。取1~3 d龄SD大鼠大脑皮层,剔除脑膜及血管,剪碎,加入0.25 % Trypsin-EDTA胰酶消化25 min后,轻轻吹打细胞成悬液,细胞筛过滤,用含10 % FBS和1 %青/链霉素的α-MEM培养基重悬细胞后接种至T75培养瓶中,置37℃、5 % CO2培养箱中孵育,待细胞融合时进行传代;当细胞再次融合后消化,离心,重悬,以1×105 cells/ml细胞密度接种至24孔板中,置37℃孵育24 h;更换为加1 % N2的无FBS同类培养基后,继续孵育约24 h后进行实验。

1.3.3 原代神经元的鉴定

采用免疫荧光染色法[7]。将培养的原代神经元细胞悬液以1×104 cells/ml密度接种至经多聚赖氨酸包被的爬片上,置37℃、5 % CO2培养箱中生长约3周时,进行鉴定:吸去上清,加入4 %多聚甲醛固定30 min;用1 % Triton-100透膜30 min;1 % BSA封闭1 h;加入MAP2抗体(1:300),置室温孵育2 h;加入山羊抗兔IgG抗体(1:1 000)避光孵育1 h;加入DAPI抗体(1:100)避光孵育20 min;封片,避光晾干,观察并拍照记录。

1.3.4 实验分组

随机将培养的原代神经元细胞分为阴性对照组(Control组)、阳性对照组(100 ng/ml LPS)及低、中、高浓度的MnCl2组(250、500、1 000 μΜ),按分组分别加入相应的药物后,置37℃、5 % CO2培养箱中孵育24 h,收集细胞培养液。以SD大鼠大脑皮层原代混合胶质细胞作为对照,观察MnCl2对原代神经元分泌NO、iNOS、COX-2的影响。

1.3.5 Griess Assay

取上述收集的细胞培养液,离心,取上清作为待测样本,按照一氧化氮检测试剂盒说明书进行操作:分别取待测样本、标准液、空白对照液各50 μl加入96孔板中,同时加入GriessⅠ和Ⅱ试剂各50 μl,置室温下孵育10 min,用酶标仪在560 nm波长下检测吸光度值,NaNO2标准曲线计算出待测样本的NO浓度。

1.3.6 Western blot

细胞孵育24 h吸去上清后,用加蛋白酶抑制剂和PMSF的RIPA裂解液提取细胞总蛋白,制备免染胶,并依次进行电泳、蛋白转至PVDF膜、1 % BSA封闭;加入抗iNOS 抗体(1:2 000)、抗COX-2 抗体(1:1 000)、抗β-Actin抗体(1:2 500),4℃孵育过夜;TBST洗膜45 min,换液2次;加入HRP标记的山羊抗小鼠抗体(1:5 000)和山羊抗兔抗体(1:5 000),置室温孵育2 h;ECL显影,Bio-Rad ChemiDoc MP成像系统显示蛋白表达水平。

1.4 统计学分析

采用Image J软件进行图像处理,用GraphPad Prism 8软件进行统计学分析,计量资料采用(均数±标准误)表示,两两比较用独立样本检验;组间比较用单因素方差分析(one-way ANOVA );以P < 0.05表示差异有统计学意义。

2 结果

2.1 原代神经元的生长情况

接种第一天时,现细胞漂浮,体积小且呈圆形透明状,无突起;细胞培养3 d后,胞体呈类圆形,部分细胞有细小突起;细胞培养5 d后,胞体进一步长大,细胞突起增多开始相互连接呈稀疏网状。细胞培养8 d后,神经元胞体生长饱满,细胞突起较多,形成网络状分布,见图1。
图1 原代神经元的生长情况

Fig. 1 Growth of primary neurons

Full size|PPT slide

2.2 原代神经元鉴定结果

红色荧光标记的MAP2与神经元胞体和树突结合后呈红色(图2A);胞核与DAPI抗体结合后呈蓝色,为细胞总数(图2B);二者融合后,呈1个完整的神经元(图2C箭头所示)。以Merge/DAPI×100 %,计算出神经元阳性率为82.63 %。
图2 免疫荧光染色法(MAP2抗体)鉴定培养的原代神经元

Fig. 2 Immunofluorescence staining of primary neurons by MAP2 antibody

Full size|PPT slide

2.3 MnCl2对原代神经元分泌NO浓度的影响

结果显示,不同浓度的MnCl2和100 ng/ml的LPS与原代神经元共孵育24 h后,NO浓度均高于Control组,且MnCl2组NO浓度明显高于LPS组。当原代神经元暴露在500或1 000 μM的MnCl2时,NO浓度明显高于Control组,差异均有统计学意义(P < 0.05, n=3),见图3。
图3 不同浓度的MnCl2对原代神经元分泌NO浓度的影响

Fig.3 Effect of different concentrations of MnCl2 on NO produced by primary neurons

Note: * P < 0.05, n=3

Full size|PPT slide

2.4 MnCl2对原代神经元iNOS及COX-2蛋白表达水平的影响

结果显示,不同浓度的MnCl2与原代神经元共孵育24 h后,iNOS及COX-2蛋白表达水平随MnCl2浓度的升高而增加,但与Control组比较,差异均无统计学意义(P均 > 0.05, n= 3),见图4、图5。
图4 不同浓度的MnCl2对原代神经元iNOS蛋白表达的影响

Fig. 4 Effect of different concentrations of MnCl2 on the protein expression of iNOS by primary neurons

Full size|PPT slide

图5 不同浓度的MnCl2对原代神经元COX-2蛋白表达的影响

Fig. 5 Effect of different concentrations of MnCl2 on the protein expression of COX-2 by primary neurons

Note: * P < 0.05, n=3

Full size|PPT slide

2.5 MnCl2对原代混合胶质细胞NO、iNOS和COX-2表达的影响

原代混合胶质细胞分别与250、500、或1 000 µM的MnCl2共孵育24 h后,NO、iNOS表达水平无明显变化(P > 0.05, n=3)(图6A、B);250或500 μM的MnCl2与原代混合胶质细胞共孵育24 h后,COX-2蛋白表达也无明显变化(图6C)。100 ng/ml的LPS与原代混合胶质细胞共孵育24 h后,NO明显上调,差异有统计学意义(< 0.000 5, n=3)(图6A);COX-2蛋白表达也明显上调(图6C)。表明原代混合胶质细胞仅对LPS产生反应,而对不同浓度的MnCl2不产生反应。
图6 不同浓度的MnCl2对原代混合胶质细胞NO、iNOS和COX-2蛋白表达的影响

Fig. 6 Effects of different concentrations of MnCl2 on the production of NO, iNOS, COX-2 by primary mixed glia

Note: ***P < 0.000 5, n =3

Full size|PPT slide

3 讨论

锰对机体内的平衡调节可以被视为生物锰状态和最佳大脑健康的倒“U”形关系[1]。正常人脑锰浓度为20.0~52.8 μM[9],从豆类、坚果、大米、绿色蔬菜等含锰食物中摄取的锰足够满足人和动物的生理需求,故锰缺乏并不常见。但由于我国是锰铁合金的主要生产国,长期过量暴露于锰职业的人员数量庞大,加之含锰汽油抗爆剂、含锰杀虫剂等的大量使用,导致饮水和食物的锰污染,所以普通人群可能存在超过生理需求的锰暴露,因此锰暴露越来越受到相关学者的关注[2]。 相关的研究结果显示,锰不但能诱导多巴胺能神经元产生氧化应激和炎症神经毒性反应[12];慢性锰暴露还可导致锰在小鼠大脑皮层中积累,诱导皮质神经元功能障碍,影响工作记忆[13],还会加剧大鼠小脑皮层的神经元改变、氧化/亚硝化应激和促炎细胞因子释放,降低抗氧化活性[14];锰代谢紊乱可导致神经系统损伤[1,10,11]
NO是一种信号分子,参与机体很多重要生理过程,而内源性的NO是由一氧化氮合酶(nitric oxide synthase, NOS)催化氧化L-精氨酸产生。NOS主要分为诱导型iNOS、神经元型nNOS和内皮型eNOS 3种,其组织分布和生物学作用各不同,其中iNOS在机体被刺激后表达并催化合成非生理浓度的大量的NO[16]。当NO释放过多时,即可引起神经元产生病理变化,产生神经毒性[17]。Kaur 等[18]研究发现,一氧化氮参与锰诱导Wistar大鼠产生神经毒性。
COX-2是一种重要的炎症介质,主要分布于中枢神经系统的大脑皮质神经元、海马神经元和其他端脑的树突及树突棘中,其与许多中枢神经系统疾病的病理过程中神经元的变性有关[19]。Li等[20]以15 mg/(kg·d)剂量的MnCl2腹腔注射SD大鼠,每周5 d,连续12周,结果发现大鼠大脑皮层中COX-2等炎症因子的mRNA和蛋白表达水平均显著增加;Nkpaa 等[14]研究也发现,大鼠在30 mg/kg锰暴露35 d后,其小脑皮层中的NO水平和COX-2蛋白表达水平明显增加。神经元为锰中毒最先累及的对象,易受锰诱导产生氧化应激产物和炎症因子,如iNOS、NO、COX-2等,导致神经元的丢失,进而诱发AD [1,3,21],增加AD的患病风险[5,19]
在前期的研究中,本课题组已成功培养了SD大鼠大脑皮层原代神经元,并用LPS和低聚Aβ1-42介导SD大鼠大脑皮层原代神经元NO和COX-2指标的上调,成功建立了氧化应激及神经炎症反应模型[7],为本研究奠定了基础。本研究根据前期原代神经元的培养方法,改用MnCl2介导SD大鼠大脑皮层原代神经元产生氧化应激和炎症反应,建立了神经元损伤模型,采用免疫荧光染色对原代神经元进行鉴定,计算得出MAP2标记阳性率为82.63 %。
本研究结果与上述相关研究结果相似[14,18,20],即不同浓度的MnCl2均可介导SD大鼠大脑皮层原代神经元NO浓度上调,且当MnCl2浓度达到500或1 000 μM时,NO浓度明显高于Control组,也明显高于阳性对照组(100 ng/ml LPS),差异均有统计学意义(P < 0.05),表明锰对SD大鼠大脑皮层原代神经元具有较大的毒性作用,其有可能是AD和帕金森氏病等神经变性疾病的危险因素;MnCl2介导的SD大鼠大脑皮层原代神经元iNOS和COX-2蛋白表达水平虽然随着MnCl2浓度的增加而升高,但与Control组比较差异无统计学意义(P > 0.05)。
本研究还用不同浓度的MnCl2介导了SD大鼠大脑皮层原代混合胶质细胞,结果显示,NO及iNOS、COX-2表达水平均无明显变化,表示MnCl2对SD大鼠大脑皮层原代混合胶质细胞的NO及iNOS、COX-2无介导作用。
本研究成功地建立了MnCl2介导的SD大鼠大脑皮层原代神经元的氧化应激及炎症反应模型,即原代神经元锰暴露的实验室模型,为探索防治锰中毒的药物研究提供了一种新的细胞模型、理论基础及细胞分子生物学依据。本研究结果也提示,在日常生活中,存在锰暴露风险的人群,在做好自我防护的同时,注重大脑健康,避免大脑神经元因锰中毒带来的损伤,避免AD等神经变性疾病的发生。
由于时间短等原因,本研究暂未进行神经元锰易感性机理的研究,为此,我们将在后续的实验中进行进一步的深入研究。

参考文献

[1]
Balachandran RC, Mukhopadhyay S, McBride D, et al. Brain manganese and the balance between essential roles and neurotoxicity[J]. J Biol Chem2020295(19): 6312-6329.
[2]
余琴. 慢性锰暴露对大鼠认知功能的影响及机制初探[D]. 遵义: 遵义医科大学, 2019.
[3]
Ke T, Sidoryk-Wegrzynowicz M, Pajarillo E, et al. Role of astrocytes in manganese neurotoxicity revisited[J]. Neurochem Res201944(11): 2449-2459.
[4]
刘宽. 海藻糖对锰诱导的小鼠纹状体神经细胞线粒体损伤的保护作用[D]. 沈阳: 中国医科大学, 2020.
[5]
Moyano P, García JM, García J, et al. Manganese increases Aβ and Tau protein levels through proteasome 20S and heat shock proteins 90 and 70 alteration, leading to SN56 cholinergic cell death following single and repeated treatment[J]. Ecotoxicol Environ Saf2020203: 110975.
[6]
Daoust A, Saoudi Y, Brocard J, et al. Impact of manganese on primary hippocampal neurons from rodents[J]. Hippocampus201424(5): 598-610.
[7]
董宝莲, 乔廷廷, 陈忠义, 等. 建立Aβ1-42介导新生鼠原代神经元退行性变细胞模型及虾青素作用研究[J]. 阿尔茨海默病及相关病20192(02): 368-374.
[8]
陈忠义, 乔廷廷, 董宝莲, 等. LPS介导三种啮齿动物原代胶质细胞炎症氧化反应的研究[J]. 昆明医科大学学报201839(06): 7-13.
[9]
Bowman AB, Aschner M. Considerations on manganese (Mn) treatments for in vitro studies[J]. Neurotoxicology201441: 141-142.
[10]
Winslow JWW, Limesand KH, Zhao N. The functions of ZIP8, ZIP14, and ZnT10 in the regulation of systemic manganese homeostasis[J]. Int J Mol Sci202021(9): 3304.
[11]
Steimle BL, Smith FM, Kosman DJ. The solute carriers ZIP8 and ZIP14 regulate manganese accumulation in brain microvascular endothelial cells and control brain manganese levels[J]. J Biol Chem2019294(50): 19197-19208.
[12]
Pajarillo E, Rizor A, Son DS, et al. The transcription factor REST up-regulates tyrosine hydroxylase and antiapoptotic genes and protects dopaminergic neurons against manganese toxicity[J]. J Biol Chem2020295(10): 3040-3054.
[13]
Yang Y, Wei F, Wang J, et al. Manganese modifies Neurotrophin-3 (NT3) and its tropomyosin receptor kinase C (TrkC) in the cortex: Implications for manganese-induced neurotoxicity[J]. Food Chem Toxicol2020135: 110925.
[14]
Nkpaa KW, Owoeye O, Amadi BA, et al. Ethanol exacerbates manganese-induced oxidative/nitrosative stress, proinflammatory cytokines, nuclear factor-κB activation, and apoptosis induction in rat cerebellar cortex[J]. J Biochem Mol Toxicol202135(3): e22681.
[15]
王静欢, 张志敏, 邱炳勋, 等. 2种原代培养方法对新生大鼠大脑皮质神经元生物学特性的影响[J]. 西南大学学报(自然科学版)201840(02): 19-26.
[16]
李园园, 徐文清. 诱导型一氧化氮合酶抑制剂的研究进展[J]. 中国药物化学杂志201727(06): 477-489.
[17]
王韦华, 叶帅, 郑扬, 等. 一氧化氮及其合酶的研究进展[J]. 黑龙江畜牧兽医2015, (09): 80-82.
[18]
Kaur G, Prakash A. Involvement of the nitric oxide signaling in modulation of naringin against intranasal manganese and intracerbroventricular β-amyloid induced neurotoxicity in rats[J]. J Nutr Biochem202076: 108255.
[19]
刘娜, 王沛齐, 马丽, 等. 环氧合酶2与中枢神经系统疾病关系的研究进展[J]. 人民军医201659(03): 306-308.
[20]
Li SJ, Qin WX, Peng DJ, et al. Sodium P-aminosalicylic acid inhibits sub-chronic manganese-induced neuroinflammation in rats by modulating MAPK and COX-2[J]. Neurotoxicology201864: 219-229.
[21]
Hernández RB, Carrascal M, Abian J, et al. Manganese-induced neurotoxicity in cerebellar granule neurons due to perturbation of cell network pathways with potential implications for neurodegenerative disorders[J]. Metallomics202012(11): 1656-1678.